Мазуркевич А.Й., Данілов В.Б., Куц Н.В. Патофізіологія тварин

Подождите немного. Документ загружается.

Кінцевими завданнями курсу патофізіології є:

 формування у студентів лікарського теоретичного мислення,

яке ґрунтується на знанні законів діалектики, детермінізму, для

застосування їх при вивченні клінічних дисциплін;

 виховання умінь перевіряти факти експериментально;

 навчання певних практичних методик і вироблення навичок

роботи в клінічній лабораторії.

Основним методом патофізіології є

експеримент,

який дає змо-

гу моделювати різні хворобливі стани в організмі з урахуванням

усіх можливих впливів. Розрізняють два види патофізіологічного

експерименту — гострий і хронічний.

Гострий експеримент,

або

вівісекція

, є переважно аналітич-

ним, допомагає досліджувати патологічні явища з швидким пе-

ребігом, передбачає маніпуляції і оперативне втручання з вико-

ристанням наркотичних та знерухомлювальних речовин, що не

може не позначатись на функціональному стані тих чи інших ор-

ганів. Незважаючи на це, гострі експерименти свого часу дали

змогу вченим зробити великі відкриття в галузі фізіології та па-

тофізіології.

У навчальній патофізіологічній лабораторії через обмеженість

часу частіше використовують гострий експеримент.

За допомогою

хронічного експерименту

можна вивчати пато-

логічне явище в організмі та функціональні зміни. Його прово-

дять упродовж тривалого періоду в умовах, максимально набли-

жених до природних.

Зауважимо, що кожний експеримент має певні межі, поза

якими його результати не відповідають істині. Тому вибір методу

проведення досліду має велике значення. У патофізіологічному

досліді для вивчення змін в організмі внаслідок того чи іншого

виду патології часто користуються методами, які застосовуються у

фізіології: ізольованих органів, фістульний, подразнення, виклю-

чення, культури тканин, функціональних проб, біопсії, радіоак-

тивних ізотопів, ангіостомії.

У процесі вивчення матеріалів з етіології і патогенезу різних

патологічних явищ студенти зможуть визначити роль експериме-

нту і його можливості в кожному конкретному випадку.

Заняття 1. ЗНАЧЕННЯ ЕКСПЕРИМЕНТАЛЬНОГО

МЕТОДУ В ПАТОФІЗІОЛОГІЧНИХ ДОСЛІДЖЕННЯХ

Мета: в дослідах на тваринах із ізольованими органами пока-

зати значення експериментального методу у вивченні патологіч-

них процесів; зіставити різні методики, з’ясувати переваги та не-

доліки гострих і хронічних експериментів залежно від характеру

проведеного досліду; оволодіти методами постановки гострого

експерименту.

При підготовці до заняття студент повинен засвоїти теоретич-

ний матеріал про предмет і завдання патофізіології; форми пато-

логічних явищ; визначення понять «здоров’я» і «хвороба»; періоди

розвитку хвороби; класифікацію хвороб; завершення хвороби, тер-

мінальний стан, клінічну і біологічну смерть, реанімацію; повне і

неповне видужання; саногенез; етіологію і патогенез; матеріалі-

стичні й ідеалістичні підходи до вивчення суті хвороби та причин

її виникнення; види експерименту і його характеристику; засто-

совувані в патофізіології методи досліджень; методи моделюван-

ня хвороб у патофізіологічному експерименті.

Студент повинен вміти: вимірювати і записувати в гострому

досліді з кролем артеріальний тиск; користуватись електрокарді-

ографом і виконувати електрокардіографію; реєструвати дихальні

рухи, канюлювати судини; користуватись електротермометром;

готувати препарат ізольованого серця для реєстрації його діяль-

ності; проводити запис роботи ізольованого серця; виконувати пе-

реливання крові.

Література

Мазуркевич А.Й., Тарасевич В.Л., Клугі Дж.

Патофізіологія тварин: Під-

ручник.

― К.: Вища шк., 2000. ― С. 7 – 40.

Мазуркевич А.И.

Патологическая физиология сельскохозяйственных жи-

вотных. Практикум. ― К.: Вища шк., 1991. ― С. 3 – 29.

Лютинский С.И.

Патологическая физиология сельскохозяйственных жи-

вотных. — М.: Колос, 2001. — С. 14 – 26.

Патологічна

фізіологія: Підручник / За ред. М.Н. Зайка, Ю.В. Биця. — К.:

Вища шк., 1995. — С. 11 – 16.

Патологическая

физиология

/ Под ред. А. Д. Адо и М.А. Адо. — М.: Три-

ада-Х, 2000. — С. 1 – 14.

Патофизиология:

Курс лекций

Под ред. П.Ф. Литвицкого. — М.: Меди-

цина, 1997. — С. 7 – 28.

Посібник

для практичних занять з патологічної фізіології /

За ред.

Ю.В. Биця, Л.Я. Данилової. — К.: Здоров’я, 2001. — С. 4 – 13.

Неговский В.А.

Другая жизнь. — М.: Знание, 1983. — № 2.

Тагдиси Д.Г., Мамедов Я. Д.

Механизм выздоровления. — М.: Знание,

1984. — № 3.

Зайчик А.Ш., Чурилов П.П.

Основы обшей патологии. — СПб: ЭЛБИ-

СПб, 1999. — С. 6 – 24.

Дослід 1. Визначення реакції організму

на гостру втрату крові

Оснащення: кріль (бажано білої масті); пристрої для вимірю-

вання артеріального тиску кривавим методом — канюлі, гумові

трубочки, водяний манометр, штатив для закріплення маномет-

ра, затискачі, скляний трійник, електрокімограф, набір хірургіч-

них інструментів для оперативного введення канюлі в артерію,

стерильні тампони, пристрої для реєстрації дихання (гумові тру-

бочки з пластмасовими полірованими наконечниками діаметром

2 – 3 мм), капсула Марея, електрокардіограф, електротермометр,

шприци на 10 і 100 мл, скляна колба на 20 мл з силіконовими

стінками, вата, ефір для наркозу, 0,5 % розчин новокаїну для

ін’єкцій, розчин адреналіну для ін’єкцій, гепарин, 20 % мазь ане-

стезину, столик операційний, стерильні серветки.

Хід досліду: 1. Два студенти готують кроля до операції; фіксу-

ють у спинному положенні на операційному столику для дрібних

тварин; в середній третині шиї збоку від трахеї вистригають

шерсть в діаметрі, на 1 – 2 см більшому за передбачуваний розріз,

обробляють одним із дезінфектантів (спирт 70° або 5 % розчин

йоду); по ходу передбачуваного розрізу проводять інфільтраційну

анестезію, вводять внутрішньошкірно, а потім підшкірно пошаро-

во 10 мл розчину новокаїну; через 10 хв накладають на мордочку

маску з вати, змоченої ефіром. Стан наркозу визначають за реф-

лексом рогівки і активністю дихання.

2. Хірург розрізає шкіру і підшкірну клітковину вздовж сагіта-

льної лінії шиї, трохи відступивши від неї вправо або вліво, зале-

жно від того, в яку артерію (праву чи ліву) вводитиметься каню-

ля. Після розрізу фасції оголюють сонну артерію, яремну вену і

нервовий стовбур. Відпрепаровують артерію (вона знаходиться

глибше, під веною, добре пульсує, тонка, еластична) і підводять

під неї дві лігатури (рис. 1). Одну з них

наближають до головно-

го кінця сонної артерії, перев’язують нею судину

. Відступивши

від передньої лігатури на 4 – 5 см назад, на центральний кінець

артерії накладають гемостатичний затискач

Підвівши під ар-

терію палець, роблять під його контролем косий надріз судини

за допомогою очних ножиць і ближче до передньої його частини

під контролем гачка вводять в напрямку до серця канюлю

10,

за-

повнену фізрозчином з гепарином, фіксують її другою лігатурою

До канюлі приєднують трійник

і через нього за допомогою

гумової трубки — манометр. Вся система має бути заповнена фіз-

розчином з гепарином із розрахунку 2 – 3 ОД на 1 мл рідини.

Аналогічно вставляють канюлю

в яремну вену

. Далі пе-

рев’язують центральний її кінець

, а затискач

накладають на

кінець, спрямований до голови. Обережно знімають затискачі з

сонної артерії і яремної вени, ранку накривають стерильною сер-

веткою, змоченою ізотонічним розчином натрію хлориду.

3. Через канюлю, вставлену в яремну вену, і відросток трійни-

ка, введений в артерію, долаючи опір крові, вводять розчин гепа-

рину на фізрозчині з розрахунку 500 – 1000 ОД на 1 кг маси тіла

(0,3 – 0,5 мл рідкого гепарину).

4. Реєструють рівень кров’яного тиску, частоту серцевих скоро-

чень на барабані кімографа за допомогою пера, вставленого у

відкрите коліно водяного манометра.

5. Вставляють у носову порожнину кроля (в одну з ніздрів) на-

конечник гумової трубки, оброблений анестезиновою маззю і

з’єднаний з капсулою Марея. Зазначені маніпуляції не повинні

завдавати болю чи страждань піддослідній тварині. Реєструють

на барабані кімографа частоту і характер дихальних рухів. На-

кладають електроди на підготовлені місця і реєструють ЕКГ.

6. Притискують затискачем трубочку між трійником і маноме-

тром, відкривають відросток трійника і випускають із сонної ар-

терії невелику кількість (15 – 20 % від загального об’єму) крові,

Рис. 1. Схема накладання канюль на судини в ділянці шиї:

— яремна вена;

2 —

нервовий стовбур;

3 —

сонна артерія;

4 —

затискач для

сонної артерії;

5 —

затискач на яремній вені;

6 —

лігатура на головному кінці

артерії;

— лігатура на грудному кінці вени;

— фіксація канюлі в артерії за

допомогою лігатури;

9 —

фіксація канюлі у вені за допомогою лігатури;

10 —

ка-

нюля сонної артерії;

— V-подібний трійник;

12 —

затискач

13 —

канюля ярем-

ної вени з затискачем;

14, 15 —

розріз стінки артерії;

16 —

розріз стінки вени для

введення канюлі;

17 —

кінці канюль для взяття крові;

18 —

кінець канюлі для

з’єднання з манометром

реєструючи роботу серця (ЕКГ) і дихання, висоту артеріального

тиску, знявши вказаний в п. 2 затискач і передавивши при вимі-

рюванні одночасно відросток, через який проводять кровопускан-

ня. Загальна кількість крові у кроля становить 1/18 маси тіла, або

59 мл/кг.

7. Через визначений час, коли артеріальний тиск і дихання

прийдуть до норми, повторюють кровопускання ще такої самої

кількості крові, порівнюючи зміни показників, що вивчаються.

8. Роблять максимальне кровопускання до виникнення кліні-

чної смерті тварини. Стежать за динамікою показників роботи

серця і дихання. У момент виникнення клінічної смерті припи-

няються робота серця і дихання, тиск крові знижується до нуля.

9. Кров, зібрану в силіконізовану колбочку, підігріту до темпе-

ратури тіла кроля, переливають у шприц Жане і через канюлю

яремної вени за допомогою крапельниці вводять в організм. Спо-

стерігають за відновленням життєвих процесів тварини. Для

більш швидкого відновлення роботи серця в кров можна додати

невелику кількість адреналіну в розведенні 1 : 10000 (0,5 – 0,8 мл).

10. Судини перев’язують, канюлі видаляють, ранку присипа-

ють порошком антисептиків (стрептоцидом з антибіотиками), за-

шивають. Тварину звільняють від фіксації і встановлюють за нею

післяопераційне спостереження.

11. Результати досліду заносять до протоколу заняття у вигля-

ді такої таблиці:

Показник

Стан кроля

Дихання

за 1 хв

Пульс за

1 хв

Артері-

альний

тиск, мм

рт.ст,

Темпера-

тура тіла,

°С

ЕКГ

Вихідний стан

Після кровопускання:

першого

другого

Після реінфузії крові

12. Аналізують отримані результати, роблять висновки, звер-

таючи увагу на:

 характер патологічних явищ, які виникають у процесі зне-

кровлення тварини та реінфузії крові;

 характер і межі захисно-пристосувальних реакцій у процесі

згасання і відновлення життєвих функцій;

 характер і можливості експерименту, використаного в досліді.

Дослід 2. Вивчення зміни електрокардіограми

кроля при ішемії, викликаній уведенням

пітуїтрину

Оснащення: кріль; електрокардіограф, шприц (2 мл), пітуїт-

рин, ножиці, вата, спирт, 2 % розчин диплацину або 1 % розчин

дитиліну, 5 % розчин натрію хлориду.

Хід досліду. 1. Заземлюють корпус електрокардіографа, вми-

кають його в мережу, прогрівають протягом 10 хв, готують до ро-

боти за інструкцією.

2. Кроля зважують і вводять йому міорелаксанти (диплацин чи

дитилін). При перших ознаках їх дії кроля фіксують на столі спи-

нкою догори.

3. У відповідних місцях на тілі тварини вистригають шерсть і

накладають електроди, попередньо поклавши на тіло прокладки

з марлі, змоченої розчином натрію хлориду; електроди міцно за-

кріплюють фіксаційними гумовими пасками (електрод з черво-

ним штекером — на праву передню, з жовтим — на ліву передню

лапки, зелений — на задню ліву лапку, вище фіксуючих пе-

рев’язок).

4. Записують ЕКГ в першому та другому відведенні протягом

кількох секунд при швидкості руху стрічки 100 мм/с.

5. Внутрішньовенно вводять розчин пітуїтрину з розрахунку

1 ОД/кг маси тіла.

6. Через 5 хв повторюють запис ЕКГ.

7. Отримані результати заносять до протоколу, аналізують їх,

роблять висновки, звернувши особливу увагу на:

 характер ЕКГ — сповільнення ритму, зміщення сегмента

–

відносно ізоелектричної лінії, появу «коронарного» зубця

збільшення інтервалу

Р < Q

(ознаки спазму коронарних артерій);

 характер такого моделювання хвороби і придатність його для

того чи іншого конкретного випадку.

НАВЧАЛЬНО-ДОСЛІДНА

РОБОТА

Дослід 1. Визначення зміни функції ізольованого

серця жаби під впливом ацетилхоліну і адреналіну,

гістаміну та пітуїтрину

Оснащення: жаба, інструменти для проведення маніпуляцій,

зонд для знерухомлення, ножиці, пінцет, очні ножиці і пінцет,

канюля для введення в серце, лігатура, вата, розчин адреналіну

на 0,65 % розчині натрію хлориду, розчин ацетилхоліну хлориду

(свіжовиготовлені!), препарувальна дощечка, кімограф з присто-

суваннями для реєстрації роботи серця.

Хід досліду. 1. Після наркотизування жабу декапітують і зне-

рухомлюють руйнуванням спинного мозку, розтинають грудоче-

ревну стінку і за допомогою очних ножиць та пінцета обережно

звільняють серце від перикарду, підрізають вуздечку, переріза-

ють магістральні судини (аорту, вену) якомога далі від серця, ви-

тягують серце на предметне скло з 0,65 % розчином натрію хло-

риду кімнатної температури.

2. За допомогою очних пінцетів вводять канюлю Штрауба че-

рез передню порожнисту вену у венозний синус і закріплюють її

лігатурою, задню порожнисту

вену перев’язують. Препарат

серця укріплюють на штативі,

до верхівки серця прикріплю-

ють серфинку, з’єднану з апа-

ратом Енгельмана для запису

роботи серця на барабані кімо-

графа (рис. 2).

3. Реєструють роботу серця у

вихідному стані, звернувши

увагу на частоту скорочень і

висоту зубців.

4. В канюлю вводять неве-

лику кількість розчину адре-

наліну на 0,65 % розчині на-

трію хлориду в співвідношенні

1 : 500 000. Реєструють зміни

роботи серця на барабані кімо-

графа.

5. Ретельно промивають пре-

парат 0,65 % розчином натрію

хлориду. Записують роботу се-

рця, відмітивши момент повер-

нення її до вихідного рівня.

6. Пропускають через серце свіжовиготовлений розчин аце-

тилхолінхлориду на 0,65 % розчині натрію хлориду в розведенні

1 : 1000. Реєструють зміни роботи серця на кімографі.

7. Аналогічні досліди проводять з використанням розчину гіс-

таміну та пітуїтрину.

8. Результати досліду заносять до протоколу занять, аналізу-

ють їх, роблять висновки. Звертають увагу на роль методу в па-

тофізіологічних дослідженнях.

Рис. 2. Схема установки для вивчення

роботи ізольованого серця:

— ізольоване серце;

— канюля з

фізрозчином;

— нитка з гачком для

з’єднання верхівки серця із серфин-

кою;

— важельок Енгельмана;

—

штатив;

— барабан кімографа

Дослід 2. Проведення біопсії печінки

великої рогатої худоби

Оснащення: тварина вказаного виду будь-якого віку (бажано

старше 4 міс); 25 мл 10 % розчину новокаїну для ін’єкцій, 5 %

спиртовий розчин йоду, порошок-присипка із сульфаніламідів

(краще трицилін), ефір, рідкий азот або рідина для фіксації проб

печінки, тампони, вата, лейкопластир, фільтрувальний папір,

ножиці, скальпель, щипці Занда, станок для великих тварин,

шприц на 20 мл, голки ін’єкційні, троакар з гільзою для біопсії і

поршнем для виштовхування отриманих проб з гільзи.

Хід досліду. Всі маніпуляції на тварині проводять після надій-

ної її фіксації у станку в стоячому положенні. Біопсію здійснюють

з дотриманням усіх правил асептики:

1. Готують поле операції: в останньому міжреберному проміж-

ку на рівні клуба вистригають шерсть і змащують шкіру спочатку

спиртово-ефірною сумішшю, а потім спиртовим розчином йоду.

2. У місці майбутнього проколу проводять пошарову анестезію

10 % стерильним розчином новокаїну.

3. Через 10 хв шкіру в місці операції зсувають дещо вперед і

скальпелем роблять надріз (до 1 см) зверху вниз паралельно ребру.

4. Троакар з гільзою вводять у розріз по передньому краю реб-

ра і невеликим зусиллям руки роблять прокол реберної стінки.

Просуваючи троакар далі вперед, вниз і вліво в напрямку лівого

ліктьового суглоба, впираються ним у паренхіму печінки.

5. Легким і швидким натиском троакара проколюють капсулу

печінки, витягують його із гільзи, аналогічним рухом у тому са-

мому напрямку втикають гільзу в паренхіму печінки на глибину

4 – 5 см. При цьому відчувається характерний хруст.

6. Закривають великим пальцем зовнішній отвір гільзи, лег-

ким рухом убік відривають шматочок (пробу) тканини печінки і

витягують назовні. Якщо потрібна більша кількість біопсійного

матеріалу, гільзу не витягують з паренхіми, а лише відтягують

на 3 – 4 см назад, закривши пальцем отвір, а потім проводять кі-

лька повторних «уколів» у паренхіму, щоразу дещо змінюючи на-

прямок. Тварина на ці маніпуляції зазвичай не реагує, оскільки

відчуває біль лише під час проколу реберної стінки.

7. Гільзу з пробою обережно витягують, а отвір у грудній стінці

відразу закривають стерильною серветкою. За допомогою поршня

біопсійний матеріал виштовхують на фільтрувальний папір, зві-

льняють від крові і переносять у фіксуючу рідину (рідкий азот або

інше середовище, залежно від мети дослідження).

8. Стерильним тампоном видаляють із рани кров, присипають

її порошком трициліну і накладають клейову пов’язку.

9. Протягом 7 днів спостерігають за станом тварини, проводять

профілактику антибіотиком.

Дослід 3. Проведення ангіостомії ворітної вени

у великої рогатої худоби з метою вивчення

складу крові і введення лікарських речовин

Усі маніпуляції (ін’єкції, лапаротомію) проводять, суворо до-

тримуючи правил асептики й антисептики.

Оснащення: тварина — бугаєць (теличка) віком 4 – 5 міс; сві-

жоприготовлена наркотична суміш (до 200 мл стерильного 20 %

розчину глюкози додають 20 г хлоралгідрату, а після охолоджен-

ня — 40 мл спирту-ректифікату 96°), 2,5 % розчин аміназину, 2 %

і 4 % розчини новокаїну, пеніцилін у флаконах, присипка з анти-

біотиками (трицилін), спирт 70°, спиртовий розчин йоду 5 %, роз-

чин етакридину лактату (риванолу) з розрахунку 1 : 1000, йодний

спирт, іхтіолова мазь, канюля з лавсановим клаптиком та інка-

нюлею; скальпель, пінцет хірургічний, кровоспинні затискачі —

6 шт., ножиці — 2 шт., затискачі для фіксації ковдри на шкірі —

8 шт., дисекторний затискач, голки АКК.И-40 — 2 шт., голки хі-

рургічні великі — 4 шт., голка кругла для зашивання очеревини,

голкотримачі — 3 шт., шприц Жане з великою ін’єкційною гол-

кою, шприц на 20 мл, голки ін’єкційні короткі і для анестезії,

операційний стіл для великих тварин, освітлювач налобний,

шовк хірургічний № 3 і № 5, йодно-спиртові ватні кульки, тампо-

ни, серветки, ковдра, бинт, вата.

Виготовлення канюлі.

Використовують поліетиленові трубо-

чки діаметром 4 – 5 мм завдовжки 35 – 45 см (канюля) і діамет-

ром 2 – 3 мм й такої самої довжини (інканюля), а також лавсано-

вий клаптик розміром 20 × 30 мм (можна вирізати із штучної су-

дини, виготовленої з лавсану, і після зволоження відпрасувати, а

краї злегка оплавити над полум’ям); один кінець трубочки (май-

бутній вісцеральний кінець канюлі) оплавляють при температурі

плавлення матеріалу, з якого вона виготовлена. При цьому край

трубочки заовалюється, потовщується і добре утримує лавсановий

клаптик, який надівають на канюлю через неоплавлений кінець

отвором, зробленим попередньо гострим кінцем ножиць, до його

центра. Один кінець трубочки меншого діаметра запаюють

Інка-

нюлю вводять у канюлю запаяним кінцем для надання канюлі

більшої міцності. Перед операцією підготовлені таким способом

канюлі з інканюлею переносять на 24 год у спирт.

Хід досліду: підготовка тварини до операції — 48-годинна го-

лодна (з водою) дієта.

1. Справа вздовж реберної дуги зверху від лінії клуба донизу

до лінії ліктьового суглоба готують операційне поле: вистригають

шерсть, миють шкіру теплою водою з милом, обробляють спирто-

вим розчином йоду місце операції.

2. Внутрішньом’язово вводять 2,5 % розчин аміназину з розра-

хунку 0,1 мл/кг живої маси.

3. Роблять блокаду нервів у місці їх виходу з міжхребцевих

отворів за останнім ребром, першим та другим поперечними від-

ростками поперекових хребців 4 % розчином новокаїну, а потім

інфільтраційну анестезію тканин черевної стінки (пошарово) у

місці майбутнього розрізу вздовж останнього ребра зверху від лінії

клуба до лінії рівня колінного суглоба 2 % розчином новокаїну.

4. Через 10 хв після анестезії внутрішньовенно вводять свіжо-

приготовлену наркотичну суміш із розрахунку 1 мл/кг живої

маси.

5. Фіксують тварину в лежачому положенні (боковому) правим

боком догори, забезпечуючи добрий доступ хірурга до операційно-

го поля. Голову фіксують, попередньо витягнувши язик.

6. Повноту наркозу визначають за корнеальним рефлексом.

7. Тіло тварини накривають стерильною ковдрою з розрізом

для проведення операції і фіксують на шкірі затискачами.

8. Хірург, асистент і два помічники обробляють руки (гарячою

водою з милом, 10 % розчином аміаку, спиртово-йодними кулька-

ми).

Послідовність проведення операції:

1. Хірург робить пошаро-

вий розріз черевної стінки (лапаратомію) від лінії, на 5 см нижче

лінії клуба вздовж реберної дуги, відступивши від неї на 2 – 3 см,

і до лінії колінного суглоба, по ходу зупиняючи кровотечу із судин

за допомогою гемостатичних затискачів. Очеревину розрізають

ножицями, щоб не пошкодити кишок. Краї розрізу завертають до

шкіри, фіксують затискачами, накривають серветками, що змо-

чені теплим розчином етакридину лактату (риванолу).

2. Один помічник злегка піднімає край реберної дуги разом із

задньовентральним (тонким) краєм печінки, прикриваючи їх сер-

веткою, змоченою розчином риванолу; другий відсуває назад і

вниз органи черевної порожнини, прикриті сальником.

3. Хірург спрямовує світловий промінь від налобної лампи на

лінію між додатковою часткою печінки і жовчним міхуром, утво-

рену з’єднанням підшлункової залози і печінки; тупим способом

відпрепаровує підшлункову залозу від печінки на відстані 3 –

3,5 см на глибину 1,5 – 2 см, де знаходиться дорзолатеральна

частина стінки ворітної вени, ворітні лімфовузли, ворота печінки.